Cơ chế gây đột biến bằng 2-aminopurine ở Escherichia coli

Tóm tắt (Abstract)
2-Aminopurine (2AP), một ba-zơ (base) đồng đẳng, gây ra cả đột biến đồng hoán và đột biến dịch khung ở Escherichia coli. Chất đồng đẳng được cho là gây đột biến theo hai cơ chế: trực tiếp, bằng cách bắt cặp sai với cytosine và gián tiếp bằng bão hòa sửa sai (MMR).

Mục tiêu của công việc này là xem xét sự tác động tương đối của hai cơ chế này vào sự xuất hiện của các đột biến đồng hoán. Dữ liệu của chúng tôi cho thấy rằng, trái ngược với các đột biến dịch khung được kích thích bằng 2-aminopurine, phần lớn các đột biến đồng hoán là tác động trực tiếp của sự bắt cặp sai.

1.Giới thiệu (Introduction)

Các chất nucleotide đồng đẳng (Nucleotide analogs) đã được chứng minh là rất hữu ích trong nghiên cứu sửa chữa DNA và gây đột biến ở Escherichia coli [1]. 2-Aminopurine (2AP) là một trong những chất được tìm hiểu rõ nhất. Là một chất đồng đẳng của adenine, nó kết hợp dễ dàng với thymine trong quá trình sao chép DNA. Tuy nhiên, nó cũng kết hợp thường xuyên với cytosine, gây ra sự sự bắt cặp sai 2AP/C. Điều đó được cho là nguyên nhân chính của số lượng lớn các đột biến đồng hoán CG thành TA và TA thành CG, xảy ra khi E. coli phát triển trong môi trường có 2AP [2]. Tuy nhiên, 2AP cũng gây ra sự gia tăng các đột biến dịch khung, tương đương với các biến dạng đã thấy trong các chủng bị lỗi trong sửa chữa không khớp (MMR) [3]. Tuy nhiên, 2AP cũng gây ra sự gia tăng các đột biến dịch khung, tương đương với các biến dạng ở các trường hợp bị lỗi trong sửa sai (MMR) [3]. Những khung này được cho là do bão hòa của sửa sai (saturation of mismatch repair). Điều đó có nghĩa là, việc sửa chữa sai tạo 2AP/C làm giảm khả năng MMR xử lý các ba-zơ chưa bắt cặp, tự phát thông qua các lỗi sao chép DNA. Thực tế là các khung hình giảm khi đột biến L (mutL) hoặc đột biến H (mutH) được thêm vào trên các multicopy plasmid (plasmid với số lượng bản sao cao) [4] phù hợp với giả thuyết này.

Độ bão hòa của MMR (Saturation of MMR) cũng làm sự bắt cặp A/C và T/G phát sinh từ các lỗi sao chép DNA đến/hoặc các lỗi bắt cặp vẫn còn tồn tại. Có đề xuất rằng một số [3] hoặc tất cả [5] đột biến đồng hoán được kích thích bởi 2AP xảy ra bởi cơ chế này, và do đó không bị hạn chế ở các vị trí kết hợp sai tương tự (analog mis-incorporation). Chúng tôi đã sử dụng các xét nghiệm đảo ngược Lac [3,6,7] để làm rõ cơ chế gây đột biến 2AP ở E. coli K-12. Đặc biệt, chúng tôi đã tìm cách xác định liệu các đột biến chuyển tiếp được kích thích bởi 2AP được gây ra trực tiếp bởi sự bắt cặp sai hay gián tiếp do bão hòa MMR. Kết quả của chúng tôi cho thấy rằng bão hòa MMR không phải là nguyên nhân chính của các đột biến đồng hoán được kích thích bởi 2AP. Đáng ngạc nhiên là, họ cũng chỉ ra rằng MMR không hiệu quả trong việc ngăn chặn các đột biến đồng hoán được kích thích 2AP ở E. coli.

2. Nguyên liệu và phương pháp (Materials and methods)

Các chủng và plasmid được sử dụng trong nghiên cứu này được liệt kê trong Bảng 1. Ngoại trừ CC113∆, tất cả chúng đều đã được mô tả trước đây [4,6 -12]. CC113∆ có chứa phần loại bỏ của operon dcm-vsr (∆(supD-dcm, fla) zee3129::Tn10), được đưa vào bởi tải nạp P1 [4]. Các thí nghiệm 2AP đã được thực hiện như mô tả trước đây [13]. Ngắn gọn thì, các tế bào được phát triển qua đêm trong môi trường LB có chứa nồng độ 2AP khác nhau. Số lượng tế bào khả thi trong nuôi cấy được xác định bằng cách mạ 100ul độ pha loãng 10−6 (plating 100ul of a 10-6 dilution) trên các tấm LB và ủ ở 37oC qua đêm. Số lượng Lac+ hồi biến được đo bằng cách mạ 100ul môi trường nuôi cấy không pha loãng trên các đĩa lactose nhỏ và ủ ở 37oC cho đến khi các khuẩn lạc có kích thước tốt xuất hiện (khoảng 30h) hoặc bằng cách nhỏ 10ul trên môi trường nhú (papillation medium) và ủ ở 37oC cho đến khi nhú xanh xuất hiện [14].

3. Kết quả (Results)

3.1. Sự bắt cặp sai T/G không tăng trong các tế bào được xử lý 2AP
Chúng tôi đã sử dụng các xét nghiệm đảo ngược Lac để đo tỷ lệ đột biến đặc hiệu cCagg thành cTagg và cTagg thành cCagg trong gen lacZ của hai chủng E. coli. CC112 chỉ hồi tính thông qua đột biến đầu tiên [6] và CC113 chỉ thông qua lần thứ hai [7]. Hình 1 cho thấy i đột biến điểm hai base này xảy ra thông qua hai sự bắt cặp sai giống nhau, C/A và T/G, trong cùng một điều kiện trình tự tức thì. (Lưu ý rằng chúng tôi đề cập đến sự thay đổi trình tự trong chuỗi trên cùng của đoạn CC112 và chuỗi dưới cùng của đoạn CC113). Một tiên nghiệm, chúng tôi hy vọng rằng việc thử nghiệm bằng 2AP sẽ làm tăng đột biến ở CC112 và CC113 bằng cách gây ra sự gia tăng ở cả hai loại lỗi: C/A thông qua việc bắt cặp tương đồng với C và/hoặc bằng bão hòa MMR, và T/G chỉ do độ bão hòa của MMR. Việc sử dụng CC112 và CC113 cho phép chúng tôi phân biệt các đột biến phát sinh từ hai hai loại bắt cặp sai khác nhau khi T/G bắt cặp sai được xử lý thành các cặp base CG bởi Vsr. Protein này là một endonuclease giúp tách sợi đơn 5′ của T trong cặp T/G xảy ra trong chuỗi C(T/G)WGG (trong đó W = A hoặc T), bước đầu tiên trong quá trình phục hồi cặp base CG. Chức năng chính của nó có lẽ là điều chỉnh sự T/G phát sinh từ việc khử 5-methylcytosine thành thymine [15]. Vsr có tác dụng trái ngược đối với CC112 và CC113 (Hình 1), làm giảm các đột biến xảy ra thông qua bắt cặp sai T/G trong CC112 và tăng chúng trong CC113 [4]. Do đó, nếu điều trị 2AP làm tăng số lượng bắt cặp sai T/G do bão hòa MMR, số lượng đột biến ở cả hai chủng sẽ bị ảnh hưởng bởi sự hiện diện của vsr.


Các gen dcm và vsr có cấu trúc khác thường, với đầu 5′ của vsr chồng lên đầu 3′ của dcm trong khung đọc a+1 [9]. Hai gen được phiên mã từ một vùng khởi động chung 5’ của dcm [16]. Vì lý do này, cách dễ nhất để xác định ảnh hưởng của vsr đối với tần số đột biến là cắt operon khỏi nhiễm sắc thể và sau đó thêm dcm và vsr trở lại, đơn lẻ hoặc cùng nhau, trên các multicopy plasmid [4,17]. Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã sử dụng hai chủng cắt, CC112 và CC113, biến đổi với các plasmid được hiển thị trong Bảng 1. Lưu ý rằng, trong plasmid pDCM28, gen dcm bị cắt và gen vsr được biểu thị trực tiếp từ vùng khởi động dcm [9]. Hình 2 cho thấy 2AP kích thích đảo ngược Lac trong CC112, cho dù được đo bằng độ nhú ) (papillation) (Hình 2A) hoặc bằng số lượng khuẩn lạc Lac+ trên 108 tế bào khả thi (Hình 2 B), được tăng cường đáng kể bởi sự hiện diện của dcm (xem bên dưới). Tuy nhiên, vsr có rất ít tác dụng. Tần số đột biến đáp ứng với 100ug/ml 2AP cho pACYC184 (không chèn) và cho các chất biến đổi pDCM28 (vsr) gần như giống hệt nhau (Hình 2B, thanh 1 và 2). Các biến đổi pDV102 (dcm, vsr) (thanh 4) có tần số đột biến thấp hơn các biến đổi pDV101 (dcm) (thanh 3). Tuy nhiên, việc giảm đột biến do Vsr trong các tế bào được xử lý 2AP có độ lớn tương tự như đã thấy trong các tế bào chưa được xử lý, chỉ ra rằng việc bắt cặp sai T/G là do khử 5-methylcytosine, không phải do điều trị bằng 2AP. Hình 3 cho thấy sự đảo ngược Lac (Lac reversion) trong CC113∆ được gia tăng một chút bởi sự hiện diện của vsr. Các chất biến đổi pDCM28 (vsr) (thanh màu đen) tạo ra nhiều Lac đảo ngược (hồi tính) hơn các chất biến đổi pACYC184 (không chèn) (thanh trắng) để đáp ứng với 2AP. Tuy nhiên, sự khác biệt này không được nhìn thấy khi có dcm; Các chất biến đổi pDV101 (dcm) (thanh màu xám) và các chất biến đổi pDV102 (dcm, vsr) (thanh sọc) tạo ra số lượng tương tự. Thực tế là vsr có ảnh hưởng nhỏ đến các đột biến T thành C được kích thích 2AP trong CC113 (Hình 3), kết hợp với thực tế là nó không làm giảm đột biến C thành T được kích thích 2AP trong CC112 (Hình. 2), gợi ý rằng 2AP không làm tăng số lượng bắt cặp sai T/G trong E. coli.

3.2. Trạng thái sửa chữa sai không ảnh hưởng đến tần số của các đột biến đồng hoán được kích thích 2AP

Trước đây chúng tôi đã chỉ ra rằng các đột biến dịch khung được kích thích 2AP trong lacZ giảm đáng kể khi bổ sung mutL hoặc mutH (nhưng không phải là mutS) trên các multicopy plasmid [4], ủng hộ giả thuyết rằng các đột biến là do bão hòa MMR [3]. Ngược lại, như trong hình 4A, việc bổ sung các plasmid chứa mutS, mutL hoặc mutH vào CC113 không làm giảm tần suất đảo ngược Lac ở bất kỳ liều 2AP nào, tức là không giảm tần số đột biến đồng hoán T thành C. Để đảm bảo rằng sự thiếu hiệu quả này từ các plasmid chứa đột biến không chỉ ở vị trí CTAGG, chúng tôi cũng đã sử dụng tính kháng rifampicin (RifR) để đo đột biến đồng hoán trong các bối cảnh trình tự khác. RifR là do đột biến điểm trong gen rpoB, không có trường hợp nào ở vị trí CCAGG hoặc CTAGG [18]. RifR không bị giảm bởi các plasmid chứa đột biến (Hình 4B).


Chúng tôi cũng đã thử thí nghiệm ngược lại, thử nghiệm để xem liệu các đ ột biến chuyển tiếp được kích thích 2AP có được tăng cường do mất MMR hay không. Hình 5A cho thấy mặc dù tần số đột biến cCagg thành cTagg trong CC112 tăng ở các chủng mutS− và mutL− trước khi điều trị bằng 2AP, tần số tăng hơn nữa khi điều trị bằng 2AP. Thực tế là mất MMR và điều trị bằng 2AP chỉ là yếu tố phụ, cho thấy hầu hết các đột biến kích thích 2AP là do bắt cặp sai, không phải do bão hòa MMR. Để loại trừ trường hợp đặc biệt ở các chuỗi, chúng tôi đã lặp lại thử nghiệm trong các phiên bản đột biến của CC102. Chủng này đảo ngược thành Lac+ thông qua đột biến C thành T trong trình tự không chứa CCAGG [13]. Hình 5b cho thấy các đột biến do mất MMR và điều trị bằng 2AP cũng là yếu tố phụ trong chủng này. Mặc dù việc thiếu MMR cũng như sự gia tăng của MMR khi bổ sung các plasmid chứa đột biến có ảnh hưởng đến tần số đột biến, tình trạng MMR đã ảnh hưởng đến khả năng tồn tại của các tế bào được điều trị bằng 2AP. các tế bào mutL− có thể phát triển ở nồng độ cao 2AP (700 g/ml) trong khi các tế bào điển hình thì không (Hình 5b). Ngược lại, việc bổ sung các plasmid có chứa mutL hoặc mutH làm giảm tỷ lệ sống sót trong 2AP (Hình 6).

3.3. Đột biến tăng cường tại các vị trí CCAGG là do methyl hóa cytosine

Trước đây, người ta đã chứng minh rằng các vị trí CCAGG trong gen lacI là các điểm nóng cho các đột biến C thành T được kích thích 2AP và các điểm nóng này phụ thuộc vào sự hiện diện của Dcm methylase [19]. Các kết quả trong hình 2 chứng minh điều này; Sự đảo ngược Lac trong CC112∆, cho dù được đo bằng độ nhú (Hình 2A) hoặc bằng số lượng khuẩn Lac+ trên 108 tế bào khả thi (Hình 2B), được tăng cường bằng cách biến đổi với các plasmid chứa gen dcm. Hình 2B cho thấy tần số đột biến đáp ứng với 100 g/ml 2AP cho các chất biến đổi pDV101 (dcm) và pDV102 (dcm, vsr) (mẫu 3 và 4) cao hơn gấp 7 lần so với pACYC184 (không chèn) và các chất biến đổi pDCM28 (vsr) (mẫu 1 và 2). Khả năng đã được chứng minh của một số vi khuẩn methyl hóa cytosine (cytosine methylase) là liên kết chặt chẽ với các trình tự nhận biết chứa trường hợp bắt cặp sai [20-22] làm tăng khả năng Dcm làm tăng đột biến bằng cách liên kết với 2AP/C và ngăn chặn sửa chữa. Để kiểm tra giả thuyết này, chúng tôi đã thử nghiệm sự đảo ngược Lac trong các tế bào CC112 tạo ra một methylase đột biến. Đột biến C177S liên kết với chuỗi mục tiêu của nó, nhưng không thể methyl hóa nó [23]. Hình 2 cho thấy các tế bào biến đổi với các plasmid chứa gen cho dcm đột biến, với (pDV106) hoặc không có (pDV105) vsr, không nhạy cảm hơn với 2AP so với các tế bào Dcm−. Vì vậy, có vẻ như do sự methyl hóa mỗi se, không phải sự hiện diện của methylase, làm tăng đột biến.

4. Thảo luận (Discussion)

4.1. 2-aminopurine gây đột biến bởi hai cơ chế

Khả năng hệ thống MMR E. coli sửa chữa các bắt cặp sai và chưa bắt cặp có là rất khó khăn. Khi số lượng tổn thương vượt quá khả năng của MMR, dẫn đến sự gia tăng rộng rãi các đột biến điểm và đột biến dịch khung. Một trong những tài liệu ví dụ tốt nhất về điều này được nhìn thấy trong các tế bào có khiếm khuyết trong tiểu đơn vị đọc của DNA polIII. Lỗi sao chép DNA, thường được loại bỏ bởi polymerase, áp đảo cả MMR, do đó các tế bào này cho thấy phổ đột biến MMR− đặc trưng. Cả hai loại đột biến đều giảm đáng kể khi các tế bào được biến đổi với các plasmid chứa gen mutH hoặc gen mutL [4,24]. (Vì những lý do chưa hiểu về việc bổ sung một plasmid chứa mutS làm tăng đột biến).

Các tế bào được xử lý bằng 2AP cũng cho thấy đặc tính phổ đột biến của độ bão hòa MMR. Sửa chữa tổn thương DNA do 2AP gây ra được liên kết với MMR [25]. Do đó, thật hợp lý khi nghĩ rằng việc sửa chữa bắt cặp sai 2AP/C đã bão hòa MMR, cho phép các lỗi sao chép DNA vẫn không được sửa chữa. Độ bão hòa của MMR gần như chiếm tất cả các đột biến dịch khung. Trước đây chúng tôi đã chỉ ra rằng, cũng như các đột biến polIII, các đột biến dịch khung gây ra bởi 2AP được bổ sung bằng cách thêm mutL hoặc mutH (nhưng không phải là mutS) trên một plasmid [4]. Có ý kiến cho rằng phần lớn các đột biến điểm thay thế bazơ gây ra bởi 2AP cũng là do bão hòa MMR [5] chứ không phải do sự bắt cặp sai trực tiếp của 2AP với C. Hai kết quả trong nghiên cứu này lập luận chống lại giả thuyết này.

Trước hết, đột biến đồng hoán xảy ra thông qua hai trung gian, bắt cặp sai T/G và A/C. Trong các tế bào được xử lý 2AP, sự bắt cặp sai T/G chỉ có thể phát sinh do bão hòa MMR. Sử dụng CC112 và CC113, chúng tôi có thể phân biệt các đột biến gây ra bởi các lỗi sai T/G với các đột biến do C/A gây ra bằng cách xác định độ nhạy của chúng đối với Vsr. Vsr làm giảm đột biến cCagg thành cTagg trong CC112 và tăng đột biến cTagg thành cCagg trong CC113 [4]. Các kết quả trong hình 2 và 3 cho thấy đột biến kích thích 2AP ở hai chủng này tương đối không nhạy cảm với Vsr, cho thấy rằng không có sự gia tăng nào về bắt cặp T/G. Thứ hai, Hình 4 cho thấy các đột biến điểm, không giống như đột biến dịch khung, không bị giảm bởi các gen đột biến phụ. Ngoài ra, thử nghiệm bằng 2AP làm tăng thêm đột biến ở các tế bào là MMR− di truyền (Hình 5). Kết hợp lại với nhau, những kết quả này cung cấp bằng chứng mạnh mẽ cho thấy phần lớn các chuyển đổi có sử dụng 2AP là do sự bắt cặp sai trực tiếp với C, chứ không phải do bão hòa MMR.

Việc kích thích các đột biến dịch khung bằng 2AP và bổ sung các đột biến đó bằng mutL và mutH, cho thấy sự bão hòa của MMR đang xảy ra. Tại sao độ bão hòa không dẫn đến tăng đột biến đồng hoán? Một khả năng là số lượng đột biến gây ra trực tiếp lấn áp số lượng nhỏ đột biến do bão hòa MMR. Một khả năng thứ hai là MMR hiệu quả hơn trong việc sửa chữa các tổn thương đến các khung hình so với việc sửa chữa các tổn thương dẫn đến đột biến điểm. Do đó, các đột biến dịch khung sẽ được bổ sung trước các đột biến đồng hoán.

Việc thiếu các đột biến đồng hoán bổ sung bởi các plasmid chứa đột biến đã đặt ra một câu hỏi khác. Nếu sự bắt cặp sai 2AP/C chống lại MMR, thì làm thế nào để 2AP bão hòa MMR. Có thể quy trình sửa chữa thực sự được bắt đầu, sử dụng hết các protein MMR, nhưng không thể hoàn thành quá trình. Điều này có thể giải thích tại sao việc thử nghiệm vi khuẩn bằng 2AP làm tăng ổn định số lượng phức hợp MutS-MutL [26]. Ngoài ra, xử lý tổn thương 2AP/C bằng MMR với sự hiện diện nồng độ nội bào cao của chất đồng đẳng có thể chỉ đơn giản dẫn đến một sự kiện bắt cặp thất bại thứ hai. Điều này sẽ dẫn đến một quá trình vô ích trong nổ lực sửa chữa số lượng nhỏ tổn thương hoặc các đột biến điểm. Một trong hai kịch bản có thể giải thích cho mối tương quan mà chúng ta thấy giữa độc tính 2AP và mức độ nội bào của protein đột biến (Hình 6). Trong những năm gần đây, 2AP đã được sử dụng thường xuyên như một công cụ thăm dò chức năng MMR trong E. coli [26-28]. Hiển nhiên việc thiếu tiến trình xử lý hiệu quả thương tổn có chứa 2AP bởi MMR cho thấy rằng những kết quả này cần được giải thích một cách thận trọng.

4.2. Tại sao đột biến kích thích bởi 2AP tại điểm nhảy cảm (hotspot) methyl hóa cytosines?

Gần 25 năm qua, các trình tự CCAGG, vị trí nhận biết của Dcm cytosine methylase, là điểm nóng cho các đột biến C thành T được kích thích bởi 2AP ở E. coli [19]. Khả năng đã biết của các methylase cytosine là liên kết chặt chẽ với các bazơ bắt cặp sai trong trình tự nhận biết methylase [20-22], khiến Dcm có thể ngăn chặn vật lý sự sữa chữa 2AP/C. Tuy nhiên, thực tế là các tế bào tạo ra đột biến methylase liên kết với DNA nhưng không thể methyl hóa nó và các tế bào không tạo ra methylase nào, có mức độ đột biến tương tự khi được xử lý bằng 2AP (Hình 2) lập luận chống lại giả thuyết này. Do đó, chúng tôi kết luận rằng các điểm nóng cCagg chủ yếu là do sự methyl hóa các cytosine, chứ không phải do sự hiện diện của methylase. Thật thú vị, trước đây chúng tôi đã phát hiện ra rằng đột biến chuyển gen C-G gây ra bởi một chất đồng đẳng base khác, 5-azacytidine, cũng được tăng cường khi cytosine bị methyl hóa [10].

Tại sao quá trình methyl hóa cytosine làm tăng tỷ lệ thay thế bazơ gây ra bởi các chất đồng đẳng base? Có ba khả năng rõ ràng: (1) rằng methylcytosine dễ bị bắt cặp thất bại trong quá trình sao chép DNA hơn so với các cytosine thông thường, (2) các bắt cặp sai có chứa 5-methylcytosine được DNA polymerase (đọc) kiểm tra kém hơn hoặc (3) các bắt cặp sai sửa chữa kém hiệu quả hơn trong quá trình sửa chữa sau sao chép. Dữ liệu invitro cho thấy khả năng đầu tiên không chính xác; 5-methylcytosine và cytosine được sao chép với độ tinh khiết bằng nhau bởi một số polymerase, bao gồm cả mảnh nhỏ E. coli Klenow [29]. Cấu hình của cặp 2AP/C cho thấy rằng nó nên được đọc sửa tốt (proofread), ít nhất là trong một số kiểu trình tự [30]. Tuy nhiên, không có dữ liệu cho thấy cặp bị lỗi như vậy có chứa một cytosine bị methyl hóa. Dữ liệu được trình bày trong bài báo này chỉ ra rằng sự bắt cặp sai 2AP/C được MMR sửa chữa rất kém ngay cả khi cytosine không được methyl hóa. Câu hỏi tại sao các điểm CCAGG là điểm nóng cho đột biến hóa học vẫn còn tồn tại, do đó, đây là một câu hỏi vẫn còn mở.

Tham khảo

[1] K. Negishi, T. Bessho, H. Hayatsu, Nucleotide and nucleobase analog mutagens, Mut. Res. 318 (1994) 227–238.
[2] D.H. Pershing, L. McGinty, C.W. Adams, R.G. Fowler, Mutational specificity of the base analog 2-aminopurine in Escherichia coli, Mut. Res. 83 (1981) 25–37.
[3] C.G. Cupples, M. Cabrera, C. Cruz, J.H. Miller, A set of lacZ mutations in Escherichia coli that allow rapid detection of specific frameshift mutations, Genetics 125 (1990) 275–280.
[4] G. Macintyre, K.M.J. Doiron, C.G. Cupples, The Vsr endonuclease of Escherichia coli: an efficient DNA repair enzyme and a potent mutagen, J. Bacteriol. 179 (1997) 6048– 6052.
[5] R.H. Grafstrom, A. Amsterdam, K. Zachariasewycz, In vivo studies of repair of 2-aminopurine in Escherichia coli, J. Bacteriol. 170 (1988) 3485–3492.
[6] S.M. Ruiz, S. Létourneau, C.G. Cupples, Isolation and characterization of an Escherichia coli strain with a high frequency of C-to-T mutations at 5-methylcytosines, J. Bacteriol. 175 (1993) 4985–4989.
[7] K.M.J. Doiron, S. Viau, M. Koutroumanis, C.G. Cupples, Overexpression of vsr in Escherichia coli is mutagenic, J. Bacteriol. 178 (1996) 4294–4296.
[8] A.C.Y. Chang, S.N. Cohen, Construction and characterization of amplifiable multicopy DNA cloning vehicles derived from the p15a cryptic miniplasmid, J. Bacteriol. 134 (1978) 1141– 1156.
[9] A. Sohail, M. Lieb, M. Dar, A.S. Bhagwat, A gene required for very-short-patch repair in Escherichia coli is adjacent to the DNA cytosine methylase gene, J. Bacteriol. 172 (1990) 4214–4221.
[10] K.M.J. Doiron, J. Lavigne-Nicolas, C.G. Cupples, Effect of interaction between 5-azacytidine and DNA (cytosine-5) methyltransferase on C-to-G and C-to-T mutations in Escherichia coli, Mutat. Res. 429 (1999) 37–44.
[11] T.-H. Wu, M.G. Marinus, Dominant negative mutator mutations in the mutS gene of Escherichia coli, J. Bacteriol. 176 (1994) 5393–5400.
[12] D.C. Bell, C.G. Cupples, Very-short-patch repair in Escherichia coli requires the dam adenine methylase, J. Bacteriol. 183 (2001) 3631–3635.
[13] C.G. Cupples, J.H. Miller, A set of lacZ mutations in Escherichia coli that allow rapid detection of each of the six base substitutions, Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 86 (1989) 5345–5349.
[14] Y. Nghiem, M. Cabrera, C.G. Cupples, J.H. Miller, The mutY gene: A locus in Escherichia coli that generates G.C → T.A transversions, Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 85 (1988) 2709– 2713.
[15] M. Lieb, A.S. Bhagwat, Very short patch repair: reducing the cost of cytosine methylation, Mol. Microbiol. 20 (1996) 467–473.
[16] M.E. Dar, A.S. Bhagwat, Mechanism of expression of DNA repair gene vsr, anEscherichia coli gene that overlaps the DNA cytosine methylase gene, dcm, Mol. Microbiol. 9 (1993) 823–833.
[17] B. Bandaru, M. Wyszynski, A.S. Bhagwat, HpaII methyltransferase is mutagenic in Escherichia coli, J. Bacteriol. 177 (1995) 2950–2953.
[18] D.J. Jin, C.A. Gross, Mapping and sequencing of mutations in the Escherichia coli rpoB gene that lead to rifampicin resistance, J. Mol. Biol. 202 (1988) 45–58.
[19] C. Coulondre, J.H. Miller, P.J. Farabaugh, W. Gilbert, Molecular basis of base substitution hotspots in Escherichia coli, Nature 274 (1978) 775–780.
[20] S. Klimašauskas, R.J. Roberts, M.HhaI binds tightly to substrates containing mismatches at the target base, Nucleic Acids Res. 23 (1995) 1388–1395.
[21] P. Renbaum, A. Razin, Interaction of M.SssI and M.HhaI with single-base mismatched oligodeoxynucleotide duplexes, Gene 157 (1995) 177–179.
[22] A.S. Yang, J.-C. Shen, J.-M. Zingg, S. Mi, P.A. Jones, HhaI and HpaII DNA methyltransferases bind DNA mismatches, methylate uracil and block DNA repair, Nucleic Acids Res. 23 (1995) 1380–1387.
[23] T. Hanck, S. Schmidt, H.-J. Fritz, Sequence-specific and mechanism-based crosslinking of Dcm cytosine-C5 methyltransferase of E. coli K-12 to synthetic oligonucleotides containing 5’-fluoro-2-deoxycytidine, Nucleic Acids Res. 21 (1993) 303–309.
[24] R.M. Schaaper, M. Radman, The extreme mutator effect of Escherichia coli mutD5 results from saturation of mismatch repair by excessive DNA replication errors, EMBO J. 8 (1989) 3511–3516.
[25] B.W. Glickman, M. Radman, Escherichia coli mutator mutants deficient in methylation-instructed DNA mismatch correction, Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 77 (1980) 1063– 1067.
[26] B.T. Smith, A.D. Grossman, G.C. Walker, Visualization of mismatch repair in bacterial cells, Mol. Cell 8 (2001) 1197– 1206.
[27] V. Burdett, C. Baitinger, M. Viswanathan, S. Lovett, P. Modrich, In vivo requirement for RecJ, ExoVII, ExoI, and ExoX in methyl-directed mismatch repair, Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 98 (2001) 6765–6770. [28] I. Matic, A. Babic, M. Radman, 2-Aminopurine allows interspecies recombination by a reversible inactivation of the Escherichia coli mismatch repair system, J. Bacteriol. 185 (2003) 1459–1461.
[29] J.C. Shen, S. Creighton, P.A. Jones, M.F. Goodman, A comparison of the fidelity of copying 5-methylcytosine and cytosine at a defined DNA template site, Nucleic Acids Res. 20 (1992) 5119–5125.
[30] P.A. Fagan, C. Fàbrega, R. Eritja, M.F. Goodman, D.E. Wemmer, NMR study of the conformation of the 2-aminopurine:cytosine mismatch in DNA, Biochemistry 35 (1996) 4026–4033.

Facebook Comments

Leave a Reply

Your email address will not be published. Required fields are marked *