NHÂN GIỐNG CÂY LAN ĐUÔI CHỒN (Rhynchostylis retusa [L.] Blume) BẰNG KỸ THUẬT NUÔI CẤY MÔ

Một quy trình nhân nhanh giống Lan đuôi chồn bằng kỹ thuật nuôi cấy mô đã được nghiên cứu thành công, với hệ số nhân giống cao: Hạt non từ quả lan chín sinh lý được nuôi trên môi trường Knops + 100 ml/l dịch chiết khoai tây (PH), 100 ml/l nước dừa (CW) và 20 g/l sucrose, cho tỷ lệ hạt nảy mầm 95% sau 6 tuần nuôi cấy.

Nhân nhanh protocorm trên môi trường Knops + 0,5 mg/l BAP, 0,5 mg/l NAA, 0,3 mg/l Kinetin, 100 ml/l PH, 100 ml/l CW và 30 g/l sucrose, cho hệ số nhân 16,09 lần/chu kỳ nhân sau 5 tuần nuôi cấy. Môi trường Knops + 0,5 mg/l BAP, 0,3 mg/l NAA, 0,3 mg/l GA3, 100 ml/l PH, 100 ml/l CW và 30 g/l sucrose, cho tỷ lệ protocorm tái sinh chồi 97,55% và 8,82 chồi/cụm sau 6 tuần nuôi cấy. Nuôi cấy chồi trên môi trường Knops + 0,3 mg/l IBA, 100 ml/l PH và 20 g/l sucrose, cho tỷ lệ chồi ra rễ 100% và 6,5 rễ/chồi sau 4 tuần nuôi cấy. Cây con hoàn chỉnh được trồng trên giá thể dớn khô và xơ dừa (1:1), cho tỷ lệ sống 90% sau 8 tuần ra ngôi. Quy trình này có thể áp dụng để sản xuất một lượng lớn cây giống chất lượng tốt đáp ứng nhu cầu thương mại. Từ khóa: Lan đuôi chồn, nhân giống, nuôi cấy in vitro, thể chồi.

I. ĐẶT VẤN ĐỀ

Lan đuôi chồn (Rhynchostylis retusa [L.] Blume) là loài lan rừng, có hoa rất đẹp và hương thơm được thị trường trong nước, cũng như quốc tế ưa chuộng nên có giá trị kinh tế cao. Rất nhiều loài lan thuộc chi Rhynchostylis có giá trị thương mại quan trọng trong ngành công nghiệp hoa trồng chậu. Lan R. retusa thường được tìm thấy trong các khu rừng có độ cao 1200 m so với mực nước biển, phân bố chủ yếu ở Việt Nam, Lào, Campuchia, Indonesia, Malaysia, Thái Lan, Nepal, Philipin, Singapore, Sri Lanka, Bangladesh, Benin, Miến Điện, Trung Quốc và Ấn Độ (Chowdhury et al., 2014). Ngoài giá trị làm cảnh, loài lan R. retusa còn có giá trị dược liệu rất lớn; toàn bộ các bộ phận của cây được sử dụng để làm thuốc điều trị bệnh thấp khớp, lao phổi, động kinh, rối loạn kinh, bệnh gút, hen và bện ngoài da (Shanavaskhan et al., 2012; Das et al., 2012). Rễ được sử dụng để chữa bệnh sốt rét (Tiwari et al., 2012, Radhika et al., 2013). Hoa khô được sử dụng làm thuốc chống côn trùng và để gây nôn (Subedi et al., 2013). Dịch chiết từ các bộ phận của loài lan này cho thấy có tính kháng khuẩn mạnh đối với Bacillus subtilis và Escherichia coli (Hossain, 2011).

Do có giá trị lớn nên loài lan rừng R. retusa ở Việt Nam đang bị khai thác một cách quá mức, có nguy cơ cạn kiệt trong rừng tự nhiên. Vì vậy, việc nghiên cứu một quy trình nhân nhanh giống, có khả năng đáp ứng nguồn cấy giống cho mục đích thương mai hiện nay là cần thiết. Phương pháp nhân giống in vitro không những góp phần bảo tồn hữu hiệu nguồn gen, mà còn góp phần phát triển thương mại loài hoa Lan quý này hiệu quả. Nghiên cứu nhân giống loài lan R. retusa từ vật liệu là phôi hạt non, đoạn nốt đỉnh thân thông qua tạo mô sẹo, protocorm, tái sinh chồi cũng đã được một vài công trình báo cáo (Pinaki and Miskat, 2012; Parab and Krishnan, 2012; Bakul and Shahinul, 2015). Tuy nhiên, các báo cáo cho thấy nhân giống của loài lan R. retusa có xuất xứ từ các quốc gia khác nhau (kiểu gen khác nhau) thì hiệu suất nhân giống khác nhau. Do đó, đối với mỗi giống cần xác định được quy trình nhân giống phù hợp mới đem lại hiệu quả.Trong công trình này, thông báo kết quả nghiên cứu nhân nhanh giống thành công cho loài Lan đuôi chồn Việt Nam bằng kỹ thuật nuôi cấy mô, đạt hiệu suất cao.

II. VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

2.1. Vật liệu nghiên cứu

Vật liệu nghiên cứu là hạt non từ quả chín sinh lý của cây lan rừng (cây không bị sâu bệnh, kiểu dáng hoa đẹp, có hương thơm) thuộc loài Lan đuôi chồn (R. retusa) trồng tại Vườn lan rừng của Trung tâm Phát triển Lâm nghiệp Hà Nội. Môi trường dinh dưỡng khoáng cơ bản Knops, (Knops,1865).

2.2. Phương pháp nghiên cứu

– Tạo mẫu sạch in vitro: Quả lan được rửa sạch bằng nước máy, ngâm mẫu trong nước xà phòng loãng 10 phút và rửa sạch xà phòng. Sau đó, mẫu được cho vào các bình nút vặn và đưa vào tủ cấy vô trùng; khử trùng bề mặt bằng dung dịch cồn 70% trong 1 phút; tiếp theo khử trùng mẫu bằng dung dịch 0,1% HgCl2 trong 8 phút, tráng lại bằng nước cất vô trùng (3 lần) và thấm khô bằng giấy thấm. Quả lan sau khi khử trùng được cắt dọc quả bằng lưỡi dao, tách lấy hạt non và cấy lên môi trường khoáng Knops + 100 ml/l (tương ứng 100 g/l) dịch chiết khoai tây (PH) + 100 ml/l nước dừa (CW) + 20 g/l sucrose, nuôi trong 6 tuần để phôi hạt nảy mầm tạo thể chồi (protocorm).

– Nhân nhanh protocorm: Cụm protocorm được cấy lên môi trường khoáng cơ bản Knops + (0,2 – 1,0 mg/l) BAP + (0,2 – 0,5 mg/l) NAA + (0,2 – 0,5 mg/l) Kinetin + 100 ml/l PH + 100 ml/l CW + 30 g/l sucrose (bảng 1); nuôi trong 5 tuần dưới ánh sáng giàn đèn để khảo khả năng nhân nhanh protocorm. Thí nghiệm: 2 g protocorm/bình tam giác 250 ml.

– Tái sinh chồi từ protocorm: Các cụm protocorm cấy lên môi trường tái sinh chồi, môi trường Knops + (0,3 – 1,0 mg/l) BAP + ( 0,3 – 0,5 mg/l) NAA + (0,1 – 0,5 mg/l) GA3 + 100 ml/l PH + 100 ml/l CW + 30 g/l sucrose (bảng 2); nuôi trong 6 tuần dưới ánh sáng giàn đèn để protocorm tái sinh chồi. Thí nghiệm: 5 cụm protocorm/bình tam giác 250 ml.

– Tạo cây hoàn chỉnh: Dùng mũi dao tách các chồi hữu hiệu có chiều cao ≥ 2,0 cm và cấy chuyển lên môi trường kích thích chồi ra rễ tạo cây hoàn chỉnh , môi trường Knops + (0,1 – 0,3 mg/l) IBA và (0,1 và 0,2 mg/l) NAA + 100 ml/l PH + 20 g/l sucrose (bảng 3). Các bình chồi được nuôi 4 tuần dưới ánh sáng giàn đèn, chồi ra rễ tạo cây con hoàn chỉnh.

– Huấn luyện và ra ngôi : Các bình cây con ra rễ in vitro được đưa ra nhà huấn luyện cây mô trong thời gian 5 ngày để cây thích nghi dần với điều kiện tự nhiên . Sau thời gian huấn luyện cây con cứng cáp lấy ra khỏi bình và rửa bộ rễ loạ i bỏ thạch bằng nước máy (rửa nhẹ nhàng tránh làm gãy rễ, dập thân). Sau đó, cây con được cấy vào giá thể dớn khô và xơ dừa (tỷ lệ 1 :1), cây được che chắn ánh sáng chiếu trực xạ bằng lưới đen, ngày tưới nước bằng cách phun sương 2 – 4 lần, đảm bảo độ ẩm ≥ 95%. Tất cả các môi trường nuôi cấy được bổ sung thêm 7 g/l agar chuẩn độ đến pH = 5,8; khử trùng ở 121oC trong 20 phút. Điều kiện phòng nuôi cấy: nhiệt độ phòng nuôi 25 ± 20C, cường độ ánh sáng dàn đèn 35 μEm−2 s−1, thời gian chiếu sáng 14 h/ngày.

– Phương pháp thu thập và xử lý số liệu: Mỗi thí nghiệm trên thực hiện ít nhất với 30 mẫu và 3 lần lặp lại; số liệu được xử lý thống kê bằng phần mềm SPSS (version 16.0) và phương pháp Duncan’s test (Duncan, 1995) với mức sai khác có ý nghĩa P = 0,05. 2.3. Thời gian và địa điểm nghiên cứu – Thời gian nghiên cứu từ tháng 6 năm 2015 đến 6 năm 2017. – Địa điểm nghiên cứu: Phòng thí nghiệm Công nghệ nuôi cây mô tế bào và khu nhà lưới ra cây mô của Viện Công nghệ sinh học Lâm nghiệp, Đại học Lâm nghiệp.

III. KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

3.1. Hạt nảy mầm và nhân nhanh thể chồi (protocorm)

Hạt của các loài hoa lan không có nội nhũ chứa chất dinh dưỡng cho quá trình nảy mầm nên ở ngoài môi trường tự nhiên, hầu hết hạt không thể nảy mầm thành cây. Nhu cầu dinh dưỡng cho hạt lan nảy mầm được cho là rất cụ thể với từng loài (Arditti and Ernst, 1984; Kauth et al., 2008). Nitơ là nguồn dinh dưỡng rất cần thiết cho sự nảy mầm các loài lan khác nhau (Stewart et al., 2006). Bakul and Shahinul (2015), đánh giá khả năng nảy mầm của hạt lan R. retusa trên 4 loại môi trường khoáng khác nhau, MS (Murashige and Skoog, 1962), 1/2MS, B5 (Gamborg et al. 1968) và PM (PhytamaxTM), cho thấy môi trường MS cho tỷ lệ hạt nảy mầm cao nhất (72,6%). Trong nghiên cứu này, hạt non từ quả lan R. retusa chín sinh lý được cho nảy mầm trên môi trường Knops (1965) bổ sung thêm 100 ml/l PH + 100 ml/l CW + 20 g/l sucrose, cho tỷ lệ hạt nảy mầm đạt 95% sau 6 tuần nuôi cấy (Hình 1A).

Sau khi hạt nảy mầm tạo protocorm, các cụm protocorm (hình 1B) được cấy chuyển sang môi trường nhân nhanh protocorm, môi trường Knops bổ sung chất ĐHST với hàm lượng khác nhau để đánh giá khả năng nhân nhanh. Kết quả thu được cho thấy, trên công thức môi trường có hoặc không có chất ĐHST, thể hiện sự khác biệt rõ rệt về hệ số nhân; môi trường không có chất ĐHST thì hệ số nhân protocorm đạt rất thấp (2,66 lần), ngược lại trên các môi trường bổ sung chất ĐHST hệ số nhân protocorm đạt được cao, dao động từ 6,05 đến 16,09 lần sau 5 tuần nuôi cấy (bảng 1). Khi thay đổi hàm lượng BAP và giữ nguyên hàm lượng NAA, cho thấy hàm lượng BAP bổ sung vào môi trường ảnh hưởng rõ rệt đến hiệu quả nhân protocorm. Sử dụng hàm lượng 0,5 mg/l BAP kết hợp với (0,2 và 0,3 mg/l) NAA cho hệ số nhân protocorm khá cao (tương ứng 12,74 và 13,86 lần). Kết quả này tương tự với báo cáo của Bakul and Shahinul (2015), khi nghiên cứu nhân nhanh protocorm thứ cấp của loài lan R. retusa cũng cho thấy hàm lượng BAP ảnh hưởng mạnh đến hệ số nhân protocorm; nồng độ (0,5 – 1,0 mg/l) BAP kết hợp với (0,5 – 1,0 mg/l) NAA cho hệ số nhân cao nhất (tương ứng 12,86 và 16 lần). Cũng theo báo cáo của Parab and Krishnan (2012), tái sinh protocorm của loài lan này từ vật liệu mô sẹo phát triển từ hạt non trên môi trường khoáng bổ sung thêm 1,0 mg/l BAP và 1,0 mg/l NAA cho hiệu quả mô sẹo tạo protocorm cao nhất (13,93 protocorm/mô sẹo).

Trong nghiên cứu này, khi môi trường bổ sung thêm tổ hợp chất ĐHST gồm BAP, NAA và Kinetin đã tăng hiệu quả nhân protocorm lên rõ rệt. Ở công thức môi trường bổ sung 0,5 mg/l BAP + 0,5 mg/l NAA + 0,3 mg/l Kinetin cho hệ số nhân đạt cao nhất trong các công thức thí nghiệm (16,09 lần/chu kỳ nhân, 5 tuần nuôi cấy). Ngược lại, theo nghiên cứu của Bakul and Shahinul (2015) và Parab and Krishnan (2012), khi môi trường chỉ bổ sung BAP và Kinetin thì cho hiệu quả nhân protocorm không cao. Nhận thấy, môi trưởng chỉ có chất ĐHST nhóm cytokinin (BAP, Kinetin) thì hiệu suất nhân protocorm thấp hơn nhiều so với môi trường bổ sung cytokinin (BAP, Kinetin) và auxin (NAA) ở hàm lượng phù hợp.

Bảng 1: Ảnh hưởng của chất ĐHST đến nhân nhanh protocorm.

Chất điều hoà sinh trưởng (mg/l) Sinh khối protocorm/bình (g) Hệ số nhân Protocorm (lần)
BAP NAA Knetin
5,32 ± 0,97 e 2,66
0,2 0,2 12,10 ± 2,19 d 6,05
0,3 0,2 18,53 ± 2,39 c 9,27
0,5 0,2 25,47 ± 2,19 b 12,74
0,2 0,3 11,55 ± 1,78 d 5,78
0,3 0,3 20,30 ± 0,86 c 10,15
0,5 0,3 27,72 ± 1,60 b 13,86
0,3 0,5 0,2 28,84 ± 1,81 b 14,42
0,5 0,5 0,3 32,19 ± 2,16 a 16,09
1,0 0,5 0,5 26,05 ± 2,14 b 13,02

Ghi chú: Trong phạm vi cùng một cột, các giá trị mang các chữ cái khác nhau chỉ sự sai khác có ý nghĩa thống kê ở mức P = 0,05.

3.2. Tái sinh chồi từ protocorm

Trong nghiên cứu này, sử dụng 6 công thức môi trường có sự kết hợp các loại chất ĐHST thuộc nhóm cytokinin, gibberellin và auxin với hàm lượng khác nhau và công thức đối chứng không bổ sung chất ĐHST, môi trường dinh dưỡng sử dụng đồng nhất gồm: Knops + 100 ml/l PH + 100 ml/l CW + 30 g/l sucrose + chất ĐHST; Sau thời gian theo dõi 6 tuần, kết quả tổng hợp trong bảng 2.

Kết quả thu được cho thấy rằng: trên môi trường bổ sung loại và hàm lượng chất ĐHST khác nhau ảnh hưởng rõ rệt đến khả năng tái sinh chồi của protocorm, tỷ lệ tai sinh chồi dao động từ 64,27 – 97,55% và số chồi/cụm dao động từ 4,14 – 8,82 chồi sau 6 tuần nuôi cấy. Ngược lại, ở công thức không bổ sung chất ĐHST cho tỷ lệ tái sinh chồi rất thấp (13,85%) và số chồi/cụm chỉ đạt trung bình 1,68 chồi. Từ kết quả nghiên cứu này cho thấy môi trường dinh dưỡng khoáng cơ bản Knops bổ sung 0,5 mg/l BAP, 0,3 mg/l NAA và 0,3 mg/l GA3 cho tỷ lệ protocorm tái sinh chồi và số chồi/cụm đạt cao nhất trong các công thức thí nghiệm (97,55% và 8,82 chồi/cụm) (Hình 1D,E,F). Pinaki and Miskat (2012) khi nghiên cứu tái sinh chồi từ đoạn đốt thân của loài lan R. retusa cho tỷ lệ tạo cụm chồi và số chồi/mẫu cấy đat cao nhất là 89,5% và 8,0 chồi/mẫu cấy sau 8 tuần nuôi cấy trên môi trường MS bổ sung 1,5 mg/l BAP, 0,5 mg/l NAA, 10% (v/v) CW, 2 g/l peptone và 20 g/l sucrose. Trong nuôi cấy mô tế bào thực vật, tỷ lệ tái sinh chồi, số chồi tái sinh có thể phụ thuộc vào nhiều nguyên nhân, một trong nguyên nhân chính là khác biệt về kiểu gen giữa các giống nghiên cứu, loại vật liệu sử dụng và thành phần môi trường nuôi cấy.

Bảng 2. Ảnh hưởng của chất ĐHST đến tái sinh chồi từ protocorm

 Chất điều hòa sinh trưởng (mg/l) Tỷ lệ tái sinh chồi(%) Số chồi/cụm
BAP NAA GA3
13,85 ± 1,82 e 1,68 ± 0,21 e
0,3 0,3 0,3 83,93 ± 1,56 b 6,70 ± 0,22 c
0,3 0,3 0,5 95,16 ± 4,78 a 7,92 ± 0,42 b
0,5 0,3 0,3 97,55 ± 2,70 a 8,82 ± 0,24 a
0,5 0,5 0,5 78,72 ± 2,21 bc 4,14 ± 0,28 d
1,0 0,5 0,3 76,13 ± 2,34 c 4,33 ± 0,19 d
1,0 0,5 0,5 64,27 ± 7,12 d 4,51 ± 0,25 d

Ghi chú: Trong phạm vi cùng một cột, các giá trị mang các chữ cái khác nhau chỉ sự sai khác có ý nghĩa thống kê ở mức P = 0,05.

3.3. Tạo cây hoàn chỉnh và ra ngôi

Các chồi lan hữu hiệu in vitro (chiều cao ≥ 2,0 cm) tạo ra ở bước tái sinh chồi được tách ra thành các chồi đơn và cấy lên môi trường ra rễ bổ sung chất ĐHST NAA và IBA với các hàm lượng khác nhau. Sau 4 tuần nuôi cấy, kết quả thu được cho thấy rằng, môi trường khoáng Knops không bổ chất ĐHST có tỷ lệ chồi ra rễ rất thấp (35,37%), số rễ trung bình/chồi chỉ đạt 2,61 rễ và rễ có kích thước ngắn và mảnh; ngược lại, trên các công thức môi trường bổ sung chỉ IBA (0,1 – 0,3 mg/l) hoặc tổ hợp BAP kết hợp với NAA thì tỷ lệ chồi ra rễ tăng cao, dao động từ 75,29% đến 100% và số rễ trung bình/chồi đạt từ 3,97 – 6,5 rễ, rễ dài và mập (bảng 3, hình 1G,H). Tỷ lệ chồi ra rễ đạt cao nhất ở công thức môi trường bổ sung 0,3 mg/l IBA, 100% chồi ra rễ và 6,5 rễ/chồi. Theo báo cáo của Bakul and Shahinul (2015), chất điều hòa sinh trưởng IAA cho hiệu quả chồi ra rễ tốt hơn chất NAA; số rễ trên chồi đạt cao nhất là 7 rễ khi nuôi chồi trên môi trường ½ MS + 1,0 mg/l IAA và 6,4 rễ khi nuôi chồi trên môi trường ½ MS + 1,0 mg/l NAA. Ngược lại, Parab and Krishnan (2012) ra rễ chồi trên môi trường ½ MS không bổ sung chất ĐHST, chỉ bổ sung 5 g/l bột chuối, 10% (v/v) nước dừa, 2% pepton, 0,5% than hoạt tính và 20 g/l sucrose, cho chồi ra rễ nhiều nhất 5 rễ/chồi. Trong nghiên cứu này nhận thấy, hầu hết các chồi lan tách ra từ cụm chồi đã có dấu hiệu ra rễ nên trong giai đoạn ra rễ tạo cây hoàn chỉnh chỉ cần cung cấp một lượng nhỏ chất
ĐHST là đủ, nếu hàm lượng cao rễ thường bị mô sẹo hóa, ảnh hưởng đến tỷ lệ sống khi ra cây.

Bảng 3. Ảnh hưởng của chất ĐHST đến khả năng ra rễ in vitro của chồi

Chất điều hòa sinh trưởng (mg/l) Ti lệ chồi ra rễ (%) Số rễ trung bình/chồi Đặc điểm của rễ
IBA NAA
35,37 ± 4,18 e 2,61 ± 0,21 d Rễ ngắn và mảnh
0,1 75,29 ± 2,82 d 3,97 ± 0,47 c Rễ dài và mập
0,2 87,84 ± 4,00 c 5,42 ± 0,33 b Rễ dài và mập
0,3 100,00 ± 0,00 a 6,50 ± 0,47 a Rễ dài và mập
0,1 0,2 91,85 ± 3,47 bc 5,82 ± 0,23 b Rễ dài và nảnh
0,2 0,1 95,26 ± 4,36 ab 6,00 ± 0,26 ab Rễ dài và mập

Ghi chú: Trong phạm vi cùng một cột, các giá trị mang các chữ cái khác nhau chỉ sự sai khác có ý nghĩa thống kê ở mức P = 0,05.

Hình 1. Nhân giống in vitro Lan đuôi chồn (Rhynchostylis retusa). A – Phôi hạt nảy mầm thành protocorm; B – cụm protocorm (thước 0,5 cm); C – Protocorm nảy chồi sau 2 tuần nuôi cấy (thước 0,5 cm) ; D,E – Protocorm nảy chồi sau 5 tuần nuôi cấy (thước 1 cm); F – Cụm chồi (thước 01 cm); G,H – Chồi ra rễ tạo cây hoàn chỉnh (thước 2 cm); I – Cây con trồng trên giá thể dớn sau 8 tuần tuổi., (thước 1,0 cm).

Huấn luyên vạ ̀ ra ngôi : Giai đoạn chuyển cây in vitro từ trong bình nuôi ra trồng ở nhà lưới là giai đoạn có ý nghĩa quan trọng, quyết định khả năng ứng dụng của toàn bộ quy trình nhân giống in vitro vào trong thực tiễn sản xuất. Giai đoạn này thường gặp nhiều khó khăn do cây in vitro đang trong điều kiện ổn định về mặt dinh dưỡng, nhiệt độ, độ ẩm, ánh sáng khi tiến hành chuyển cây ra ngoài sẽ làm cây dễ bị “sốc” về điều kiện sống dẫn tới cây có thể bị chết. Trong nghiên cứu này, các bình cây lan ra rễ được huấn luyện trong nhà lưới 5 ngày để cây thích nghi dần với điều kiện tự nhiên trước khi lấy ra khỏi bình. Sau thời gian huấn luyện, cây được rửa sạch loại bỏ thạch dưới vòi nước chảy và được cấy vào chậu đã chuẩn bị giá thể cây dớn khô và xơ dừa. Đặt chậu cây trong nhà lưới có mái che bằng lưới đen tránh ánh sáng mặt trời chiếu trực xạ, tưới nước đảm bảo độ ẩm ≥ 95%. Kết quả cho tỷ lệ cây sống 90% sau 8 tuần trồng (Hình 1I).

IV. KẾT LUẬN VÀ ĐỀ NGHỊ

4.1. Kết luận

Xây dựng thành công quy trình vi nhân giống Lan đuôi chồn, loài lan rừng bản địa của Việt Nam, đạt hệ số nhân giống cao: Tỷ lệ hạt nảy mầm đạt 95% sau 6 tuần nuôi cấy; hệ số nhân protocorm đạt 16,09 lần/chu kỳ nhân sau 5 tuần nuôi cấy; tỷ lệ protocorm tái sinh chồi đạt 97,55% và trùng bình 8,82 chồi/cụm sau 6 tuần nuôi cấy; tỷ lê chồi ra rệ ̃ đạt 100% và trung bình 6,5 rễ/chồi, rễ dài và mập sau 4 tuần nuôi cấy. Cây hoàn chỉnh được huấn luyện 5 ngày trong nhà lưới cho thích nghi dần với điều kiện tự nhiên, cây được trồng trên giá thể dớn khô và xơ dừa (1:1), cho tỷ lệ cây sống đạt 90% sau 8 tuần ra ngôi.

4.2. Đề nghị

Đề nghị áp dụng quy trình nhân giống Lan đuôi chồn bằng kỹ thuật nuôi cấy mô này để sản xuất một lượng lớn cây giống có chất lượng tốt cung cấp cho thị trường.

LỜI CẢM ƠN

Tập thể tác giả xin chân thành cảm ơn sự giúp đỡ của ThS. Nguyễn Thị Thu
Hằng, Giám đốc Trung tâm Phát triển Lâm nghiệp Hà Nội, đã cung cấp quả Lan đuôi chồn để làm vật liệu nghiên cứu.

TÀI LIỆU THAM KHẢO

Arditti, J. and R Ernst, 1984. Physiology of germinating orchid seeds. In: Arditti J, ed. Orchid Biology: Reviews and perspectives III. New York: Cornell University Press, 177 – 222.
Bakul, B. and S.M.I. Shahinul, 2015. The effect of PGRs on in vitro development of protocorms, regeneration and mass multiplication derived from immature seeds of Rhynchostylis retusa (L.) Blume. Global Journal of Bio-Science and Biotechnology, 4(1): 121 – 127.
Chowdhury, A., 2014. Pharmacological screening of four medicinally important plants: Curcuma zedoaria, Nymphoides indica, Drynaria quercifolia and Rhynchostylis retusa, A dissertation for Bachelor of Pharmacy, Department of Pharmacy, East West University. Dhaka, Bangladesh.
Das, P.R., M.J. Islam, A.S.M. Salehtim, B.M.H. Kabir, M.E. Hasa, Z. Khatun, M.M. Rahman, M. Nurunnab, K. Zehedina, Y.K. Lee, R. Jahan, and M. Rahmatullah, 2012. An ethanomedicinal survey conducted among the folk medicinal practitioners of three villages in Kurigram district, Bangladesh. American-Eurasian J. Sustain. Agri., 6(2): 85-96.
Hossain M.M., 2011. Therapeutic orchids: Traditional uses and recent advances- an overview. Fitoterapia, 82(2): 102- 140.
Kauth P.J, D. Dutra, T.R. Johnson, S.L. Stewart, M.E. Kane, and W. Vendrame, 2008. Techniques and applications of in vitro orchid seed germination. In: Teixeira da Silva JA, ed. Floriculture, ornamental and plant biotechnology: advances and topical issues. Vol. V, 1st Ed., UK: Global Science Books Ltd., 375 – 391.
KNOP, W., 1865. Quantitative Untersuchungen Über die Ernahrungsprozesse der Pflanzen. Landwirtsch. Versuchssat. Stn 7: 93–107.
Parab G.V. and S. Krishnan, 2012. Rapid in vitro mass multiplication of orchids Aerides maculosa Lindl. and Rhynchostylis retusa (L.) Bl. from immature seeds. Indian Journal of Biotechnology, 11: 288 – 294.
Pinaki S. and A.A.J Miskat, 2012. Clonal Propagation of Rhynchostylis retusa (Lin.) Blume through in vitro Culture and their Establishment in the Nursery. Plant tissue cult. and Biotech., 22(1): 1 11.
Radhika B. and N. Murthy, 2013 Preliminary phytochemical analysis and in vitro bioactivity against clinical pathogens on medicinally important orchid of Rhynchostylis retusa Blume. Am. J. Pharm. Tech. Res., 3: 510-520.
Shanavaskhan, A.E., M. Sivadasan, A.H. Al-Farhan, and J. Thomas, 2012. Ethnomedical aspects of angiospermic epiphytes and parasites of Kerala, India. Indian J. Trad. Know., 11(2): 250-258.
Stewart S.L. and M.E. Kane, 2006. Symbiotic seed germination of Habenaria macroceratitis (Orchidaceae), a rare Florida terrestrial orchid. Plant Cell Tiss. Org. Cult., 86: 159 – 167.
Subedi A., B. Kunwar, Y. Choi, Y. Dai, T.V. Andel, R.P. Chaudhury, H.J.D. Boer, and B. Gravendeel, 2013. Collection and trade of wild-harvested orchids in Nepal. J. Ethnobio. Ethnomed., 9(1): 64-74.
Tiwari A.P., B. Joshi, and A.A. Ansari, 2012. Less known ethnomedicinal uses of some orchids by the tribal inhabitants of Amarkantak Plateau, Madhya Pradesh. India. Nat. Sci., 10(12): 33-37.
Clonal propagation of Rhynchostylis retusa (L.) Blume from immature seeds by in vitro culture
Bui Van Thang, Nguyen Thi Hong Gam
Abstract
Rhynchostylis retusa (L.) Blume is a native species in Vietnam and has the high commercial value in the floricultural industry. A procedure for clonal propagation of R. retusa has been developed. The result showed that the seeds of immature capsule were grown on Knops medium supplemented with 100 ml/l potato homogenate (PH), 100 ml/l coconut water (CW), and 20 g/l sucrose, by which the rate of seed germination achieved 95% after 6 weeks of culture. Secondary protocorms were developed from primary protocorms on medium fortified with different concentrations and combinations of cytokinins (BAP and Kin) and auxins (NAA). The highest numbers of secondary protocorms were 16.09 times/cycle of propagation after 5 weeks obtained from the primary protocorms in Knops medium supplemented with 0.5 mg/l BAP, 0.5 mg/l NAA, 0.3 mg/l Kin, 100 ml/l PH, 100 ml/l CW, and 30 g/l sucrose. Knops medium supplemented with 0.5 mg/l BAP, 0.3 mg/l NAA, 0.3 mg/l GA3, 100 ml/l PH, 100 ml/l CW, and 30 g/l sucrose was the optimal medium for shoot regeneration from protocorms (97,55%, 8.82 shoots/explant). 100% shoots have rooted on Knops medium contained 0.3 mg/l IBA, 100 ml/l PH, and 20 g/l sucrose, with the remarkable figures being 6.5 roots/shoot after 4 weeks of culture. In vitro regenerated plantlets were acclimatized under greenhouse conditions. The survival rate of plantlets were 90% in the potting mixture containing sphagnum moss and coconut husk in the ratio of 1:1. This procedure can be applied for mass production of R. retusa to meet the commercial demand.
Key words: Rhynchostylis retusa (L.) Blume, in vitro culture, propagation, protocorm

Facebook Comments

Leave a Reply

Your email address will not be published. Required fields are marked *