Nhân giống in vitro Cẩm Chướng Dianthus ciliates ssp. dalmaticus và D.giganteus ssp. croaticus (Caryophyllaceae) từ nuôi cấy mẫu thân

Tái sinh thực vật các loài hoa cẩm chướng Dianthus ciliates ssp. dalmaticus và D.giganteus ssp. croaticus đạt được thông qua vi nhân giống từ nuôi cấy chồi đỉnh và đốt thân trên MS2. Nhân chồi thành công trên cùng môi trường thông qua chồi nách. Có một số khác biệt giữa chỉ số nhân (multiplication index MI) của chồi có nguồn gốc từ phần thân có chồi đỉnh và đốt thân.

Chồi phần đốt thân có MI tốt hơn (Dianthus ciliates ssp. dalmaticus=7.86; D.giganteus ssp. croaticus=0.68) hơn chồi đỉnh (Dianthus ciliates ssp. Dalmaticus=6.94; D.giganteus ssp. Croaticus=0.50). Chồi của cả hai loài được hình thành rễ trên MS0 không có hormone, MS3 và MS4. Chồi bất định (AB) và cấu trúc giống phôi soma (ES) được tạo thành sau khi chuyển mô sẹo xanh-vàng từ MS5 sang MS6. Phát triển và nhân xa hơn của AB và ES đạt được trên môi trường MS7. Cây được hình thành bằng vi nhân giống chồi, phát sinh cơ quan và/hay phôi soma.

Cây con in vitro cho cả hai loài hoa cẩm chướng được trồng trong vườn đá của Vườn Thực vật học Belgrade “Jevremovac” đến lúc chúng nở hoa. Sau đó, các cây con in vitro sẽ được chuyển lại môi trường tự nhiên.

 

Từ khóa: Dianthus ciliatus ssp.dalmaticus,Dianthus giganteus ssp.croaticus, adventitious buds, somatic embriogenesis, somatic embryo like structure, micropropagation, organogenesis, stem segment culture
Viết tắt: BAP- 6-benzylamino purine; 2,4-D-dichlorphenoxyacetic acid; Kin- 6-furfurylamino purine; NAA- alfa-napthaleneacetic acid; IBA- 2-indiole-butyric acid; GA3- gibberellic acid; TDZ-thidiazuron; MS- Murashige and Skoog’s (1962) mineral solution; AB- adventitous buds; AS-apical segment; NSnodal segment; EC-embryogenic callus; ES-embryon like structure; OC-organogenic callus.

Giới thiệu

Chi Dianthus L. (Họ Caryophyllaceae) bao gồm nhiều loài thân thảo lâu năm và vài năm hay hai năm và hiếm khi là cây bụi thấp với thân gỗ cơ bản. Đốt trên thân phình ra, lá đơn, có đường kẻ, đối diện, màu xanh xám đến xanh lam. Hoa lưỡng tính, mọc ở đỉnh, đơn lẻ hay mọc lộn xộn, màu hồng nhạt đến đậm. Về phương diện khác, chi có tên Dianthus bởi C. Linnaeus tạo ra từ tiếng Hy Lạp, từ dios – Chúa và anthos – hoa, tức là “hoa thần”. Chi Dianthus có khoảng 300 loài, mọc tự nhiên từ châu Âu đến châu Á. Ở Balkan Peninsula người ta ghi nhận khoảng 170 loài với hầu hết 100 loài đặc hữu. Chúng sống ở nhiều cơ sở địa chất khác nhau (cát, đất thấp, đất vôi, dolomite, silicat, serpentinit), trong môi trường sống mở như cát, thảo nguyên, đồng cỏ đồi núi và đất đá, từ vùng đất thấp đến đỉnh núi trên 2500m. Cây cẩm chướng thích hợp với đất trung tính đến hơi kiềm, thoát nước tốt. Chúng phát triển hầu như ở nơi đầy nắng cũng như cũng chịu được ánh sáng bóng râm.

Nhiều loài và hơn 100 loài lai của chi Dianthus được sử dụng là cây cảnh của các vườn đá, sở hữu vẻ đẹp và hương thơm đáng chú ý trong suốt mùa xuân và hè, và thường đến cả mùa thu. Bên cạnh cây cẩm chướng thường sử dụng như loài hoa cắt cành, màu hoa ở cây khô được giữ lại và sử dụng cho nghề ép và sắp xếp hoa. Cho ngành công nghiệp/trồng trọt hoa có ý nghĩa đặc biệt là những loài đẹp, hoa to, sắc thái từ hồng đến đỏ, vốn được phân biệt bởi giai đoạn nở hoa, phát triển trong điều kiện khó khan, đất acid và chịu hạn (Spinski et al. 1974; Chouch & van Staden 1993; Radojević et al. 2010). Như các loài và giống lai thông thường trong công viên, đặc biệt trong các vườn đá, vùng hoa viền hay như phủ khu vực cằn cỗi trong khu định cư (Radojević 2007).

Các loài đặc hữu có nét riêng (sự thú vị riêng), nên cần bảo vệ và bảo tồn sự đa dạng loài và nguồn gen của chúng, ít nhiều, các loài bị đe dọa cũng có thể trang trí (cũng như đặc điểm trang trí của chúng). Trong vùng Balkan Peninsula thuộc về các loài cẩm chướng đặc hữu Dianthus ciliatus Guss. và D. giganteus Dum.-Urville .

D. ciliatus ssp. dalmaticus (Celak.) Hayek là loài đặc hữu trải rộng trong vùng Mediterranean và Submediterranean của bờ biển Adriatic ở Dalmatia (Croatia) và Montenegro Hình 1a). Chúng là cây bụi bán gỗ thấp.

D. giganteus ssp. croaticus (Borbás) Tutin là loài tiểu đặc hữu (subendemic) phân bố trong khu vực phía Tây của Balkan Peninsula, từ phía đông Slovenia đến Serbia (Hình 1b). Đây là loài thân thảo lâu năm.

Cho đến nay chỉ có vài bài báo quan tâm đến vi nhân giống bảo tồn các loài đặc hữu ở cẩm chướng được công bố (Radojević et al. 1997; Berardi et al. 2004; Cristea et al. 2004; Jain et al. 2006; Sarasan et al. 2006).

Vai trò của nghiên cứu này là để tạo số lượng lớn cây in vitro nhờ ứng dụng nuôi cấy mẫu thân cho cả hai mục tiêu bảo tồn nguồn gen (genopool) các loài này và thiết lập nguồn quan trọng cho ứng dụng trồng trọt các loài cẩm chướng đặc hữu như một loài cây trang trí. Theo các dữ liệu có sẵn, các loài D.ciliatus ssp. dalmaticus và D. giganteus ssp. croaticus đến nay không được giới thiệu trong nuôi cấy in vitro.

Vật liệu và phương pháp nghiên cứu

Nảy mầm hạt và hình thành cây. Nuôi cấy in vitro được khởi đầu với hạt của Dianthus ciliates ssp. dalmaticus từ Mt Lovcen (Montenegro) và và D.giganteus ssp. croaticus từ hồ Vlasina (Serbia). Hạt được rửa với vòi nước chảy (2h) và sau đó ngâm trong chất tẩy rửa thương mại 20% bởi phương pháp cải tiến của Radojevic et al. (1990) trong 20 phút, rửa với nước cất vô trùng và trồng trên đĩa petri (10 hạt mỗi đĩa) chứa giấp lọc vô trùng với nước cất để nảy mầm trong tối (10 ngày). Đĩa petri được bao kỹ với parafilm (Pechiney Plastic Packing, Chicago, IL, USA). Hạt nảy mầm không bị nhiễm (Đĩa I, Hình I) giải phóng khỏi vỏ hạt được chuyển sang đĩa petri mới chứa môi trường MS1=MS0+GA3 (1.0 mg/L) để hình thành cây con và kéo dài cây (Đĩa I, Hình 2).

Môi trường nuôi cấy. Mẫu chồi đỉnh và đốt thân ban đầu (dài khoảng 3-4 mm) được trồng trên MS2=MS0+NAA 1.0+IBA 0.5+BAP 1.0 (mg/L cho mỗi nồng độ) cho cảm ứng và hình thành chồi (Đĩa I, Hình 3 và 9). Các mẫu này được đặt trong ống nghiệm (10.0×1.0 cm) chứa 8mL môi trường MS2.

Trong lần cấy chuyền thứ hai, chỉ một số mẫu hình thành chồi, khoảng 1-2 cm (Đĩa I, Hình 4 và 10). Các chồi này được cấy chuyền trên môi trường tương tự (40mL/hộp 250mL). Nuôi cấy được tiếp tục tăng trưởng trên môi trường MS2 (100mL môi trường/ hộp 500mL với sự thoáng khí) cho nhân chồi.

Chồi của hai loài được hình thành rễ trên môi trường MS0 không có hormone, MS3 và MS4=MS0 + IBA (0.5-1.0 mg/L, tương ứng).

Môi trường nuôi cấy cho cảm ứng phát sinh cơ quan và/hay phôi soma. Không thường xuyên, một số phần cơ bản của chồi, tiếp xúc với môi trường, được hình thành cả compact green và/hay mô sẹo trắng rời rạc (Đĩa I, Hình 3). Mô sẹo tách ra được cấy chuyền trên MS5=MS0+2,4-D 5.0+BAP 1.0+NAA 1.0 (mg/L cho mỗi nồng độ) và sau đó chuyển qua môi trường MS6=MS0+2,4-D 1.0+BAP 1.0+NAA 0.1 (mg/L cho mỗi nồng độ) cho các biệt hóa xa hơn.
Chỉ mô sẹo với chồi bất định (AB) và/hay cấu trúc giống phôi (ES) được chuyển qua mô trường MS7= MS0+2,4-D 1.0+BAP 1.0+NAA 5.0+TDZ 0.2 (mg/L cho mỗi nồng độ). Thời gian cấy chuyền là 30 ngày.

Tất cả môi trường (MS1-MS7) chứa dung dịch MS cơ bản (Murashige & Skoog 1962), bổ sung sucrose 2%, 0.7% (w/v) agar và (mg/L): nicotinic acid 10, panthothenic acid 0.1, folic acid 0.01, ascorbic acid 10, vitamin B1 2.0, ribof avin 0.2 and myo-inositol 100 (medium MS0). Môi trường (MS1-MS7) được làm đông với 0.7% agar (w/v) và pH được chỉnh đến 5.8 với NaOH 1N trước khi khử trùng. Tất cả môi trường được khử trùng bởi nồi hấp vô trùng ở 0.9×10^5 kPa và 114°C (25 phút). Nuôi cấy ở điều kiện tăng trưởng 25±1°C, thời gian chiếu sáng là 16h và 8h tối.

Kiểm tra giải phẫu của mô sẹo. Tất cả các dạng mô sẹo, tức là mô sẹo phát sinh phôi (EC) và mô sẹo phát sinh cơ quan (OC) được cố định trong FAA (formalin: acetic acid: ethanol tỉ lệ 5:5:90) trong 24h ở 4°C. Các mô mất nước trong ethanol và sự chuẩn bị trong thời gian dài thu được bởi kỹ thuật paraffin và sản phẩm nhuộm xanh hematoxiline và/hay toluidine (Martoja & Martoja 1967).
Số liệu thông kê và sự lặp lại. Kết quả được đánh giá khi sử dụng phân tích biến thể trong Statistica 10.0. Số liệu có nghĩa được so sánh bởi kiểm tra sự khác biệt có nghĩa ít nhất (LSD) (mức ý nghĩa p<0.05). Ba lần lặp lại được trình bày cho mỗi môi trường.

 

PLATE I. Figs. 1-15. Micropropagation in stem segment culture of D. ciliatus ssp. dalmaticus and Dianthus giganteus ssp. croaticus. Germinated seed (1) and seedling (2) ofD. ciliatus ssp. dalmaticus; the f rst subculture and shoots multiplication ofD. ciliatus ssp. Dalmaticus (3) and of D. giganteus ssp. croaticus (4) on the medium MS2; rooted shoot of D. ciliatus ssp. dalmaticus (5) on medium MS3; in vitro plants of D. ciliatus ssp. dalmaticus in early (6) and later acclimatation in greenhaus (7); f owering in vitro plants of D. ciliatus grown in Botanical Garden ‘’Jevremovac’’ (8), the f rst subculture (9) and shoots multiplication of D. giganteus ssp. croaticus on MS2 medium (10); plants of the same species in early and later acclimatization stage (11, 12, 13); f owers (14) and mature seed capsules (15) of D. giganteus ssp. Croaticus reintroduced in Belgrade Botanical Garden ‘’Jevremovac’’
Kết quả và thảo luận

Quy trình được thiết kế để bước đầu thiết lập nuôi cấy chồi từ mẫu chồi đỉnh (AS) và mẫu đốt thân (NS) từ cây gieo hạt của các loài D. ciliatusssp. dalmaticus và D. giganteus ssp. croaticus. Hạt của các loài này, nảy mầm trên môi trường MS1 với 2% saccharose và 1.0mg/L GA3, có tỉ lệ nảy mầm khác nhau (Bảng 1, Đĩa I, Hình 1 và 2).

Trong giai đoạn dầu của nuôi cấy hạt D. ciliatusssp. dalmaticus có 46.42% của hạt bị nhiễm, trong khi nhiễm ở hạt D. giganteus ssp. croaticus thấp hơn một chút (39.28%). Sự nhiễm ảnh hưởng đáng kể đến sự nảy mầm hạt, làm giảm số hạt có khả năng nảy mầm (thay thế cho viable-khả thi). Phần trăm hạt nảy mầm của D. ciliatusssp. dalmaticus ghi nhận cao hơn (70.46%) đối với hạt nảy mầm của D. giganteus ssp. croaticus (41.77%). Đặc tính loài cũng ảnh hưởng tới sự nhân chồi.

Mẫu chồi đỉnh (AS) và mẫu đốt thân (NS) của D. croaticus (Đĩa I, Hình 3) và D. giganteus (Đĩa 1, Hình 9) hình thành các cụm chồi nhỏ sau lần cấy chuyền đầu tiên trên môi trường MS2.
Sự nhân ở các mẫu xảy ra thông qua Chồi đỉnh trên môi trường tương tự sau lần cấy chuyền đầu tiên. Nhân chồi được theo dõi từ lần cấy chuyền thứ nhất đến thức tư (Bảng 2, Đĩa I, Hình 4 và 10).
Khuynh độ tích cực của hệ số nhân (MI) được ghi nhận trong nuôi cấy mẫu AS và NS cho cả D. ciliatusssp. dalmaticus và D. giganteus ssp. croaticus với những lần cấy chuyền tiếp theo (cụ thể lần cấy chuyền thứ II, III, IV). MI có giá trị cao nhất trong lần cấy chuyền thứ IV, thường cao hơn đáng kể ở D. ciliatusssp. dalmaticus hơn ở D. giganteus ssp. croaticus (Bảng 2). Ở mẫu đốt thân ở cả hai loài có MI tốt hơn so với mẫu chồi đỉnh, điều này cũng tương đồng với kết quả của Cristea et al.(2004; 2006) cho một số loài đặc hữu của châu Âu (D. alpinus L., D. ferrugineus Miller, D. gallicus Pers., D. giganteussub ssp. banaticus (Heuffel) Tutin, D. gratianopolitanus Vill. và D. henteri Heuffel ex Griseb. & Schenk). Đặc biệt, cho đốt thân D. henteri cho mức nhân tốt hơn mẫu chồi đỉnh (Cristea et al.2010).

Trong vi nhân giống các loài Dianthus, hầu hết các auxin thường sử dụng là IAA và NAA, và cytokinin Kin hay BAP (Stone 1963; Davis et al.1977). Sự kết hợp của hai auxin (IBA và NAA) được sử dụng trong môi trường nhân chồi của 12 giống cẩm chướng quan trọng trong canh tác (Radojević et al. 1990; 1994; Radojević 2007). Thêm vào đó, cả hai loại auxin (IBA và NAA) được sử dụng trong vi nhân giống của chồi các loài cẩm chướng đặc hữu: Dianthus petraeus Waldst. & Kit. (Radojević et al.1997; Jain et al.2006), D. ciliatus ssp. dalmaticus và D. giganteus ssp. croaticus (Radojević et al. 2006). Nếu không , trong nhân chồi D. ciliatus ssp. dalmaticus và D. giganteus ssp. croaticus chỉ sử dụng cytokinin BAP, phù hợp với kết quả cho D. caryophyllus L. (Woo & Park 1993; Gharbia et al. 2008), D. petraeus (Radojević et al.1997), D. superbus L. (Mikulik 1999) D. balbisiiSer. (Berardi et al.2004) và D. elegance Dum.-Urville (Baktir & Hazar 2004). Nhìn chung, ở các loài cẩm chướng nhất định trong suốt giai đoạn nhân nhanh, chồi thủy tinh thể được quan sát, vốn cho kết quả trong sự biến dạng của một số chồi đã được loại ra trong nhân giống xa hơn. Thủy tinh thể xảy ra chồi cẩm chướng trong sự hiện diện của BAP được mô tả đầu tiên bởi Roest & Bokelmann (1981). Trái lại, thủy tinh thể của chồi cẩm chướng là hiện thượng rất phổ biến trong vi nhân giống. Theo kết quả của Messeguer et al.(1993) và Radojević et al.(1994) nồng độ BAP cao hơn 1.0 mg/L sẽ làm tăng số chồi thủy tinh thể. Tỉ lệ NO3-/NH4+ trong môi trường cao hơn ngăn cản thủy tinh thể ở cây con (Tsay 1998). Tuy nhiên, quy trình thích hợp để vượt qua thủy tinh thể ở cẩm chướng trong vi nhân giống được phát triển bởi Yadav et al. (2003). Trong nghiên cứu của chúng tôi sử dụng nồng độ BAP tối ưu (1.0 mg/L) và tăng trưởng chồi trong bình thoáng khí, không dẫn đến thủy tinh thể trong nhân giống D. ciliatus ssp. dalmaticus và D. giganteus ssp. croaticus.
Chồi cẩm chướng hầu hết hình thành rễ trong môi trường không có hormone (Leshem 1986), hay có auxin (Petru & Landa 1974; Radojević et al. 1997). Chồi của D. ciliatus ssp. dalmaticus và D. giganteus ssp. croaticus được tạo rễ trong môi trường MS0, MS3, MS4. Chồi tạo rễ của hai loài cẩm chướng phụ thuộc vào môi trường, chiều dài chồi và mùa trong khi taoj rễ. Theo kết quả một số nghiên cứu, chồi để tạo rễ thích hợp nhất là chồi dài 8.85 và 8.22 cm tương ứng cho D. ciliatusssp. dalmaticus và D. giganteus ssp. croaticus (Bảng 3). Điều kiện thuận lợi nhất cho sự hình thành rễ của chồi D. ciliatus ssp. dalmaticusand là trong tháng 3 (7.52 rễ/cây con) trên môi trường MS0 không hormone, trong khi giai đoạn thích hợp nhất để tạo rễ cho D. giganteus ssp. croaticus là tháng 6 (7.85 rễ/ cây con) trên môi trường MS3 (Bảng 3, Đĩa I, Hình 5).

Sau giai đoạn thứ nhất, số chồi chính xác trong nuôi cấy (khoảng 10%) được hình thành (OC) organogenic greenish-yellow compact (phát sinh cơ quan nhỏ màu xanh lá mạ) (Đĩa II, Hình 1 và 2) và (EC) mô sẹo trắng lỏng lẻo (Đĩa II, Hình 3). Các mô sẹo này được tăng trưởng cho mục tiêu biệt hóa xa hơn trên môi trường MS5. Sau 1 tháng, các mô sẹo được chuyển sang môi trường MS6 để cảm ứng hình thành cơ quan. Sau lần cấy chuyền thứ hai chồi bất định (AB) và số lượng ít hơn của cấu trúc giống tiền phôi (ES) được hình thành (Đĩa II, Hình 4).

PLATE II. 1-9. Dif erent morphogenic response in callus cultures of D. ciliatus ssp. dalmaticus. Organogenic callus with adventitious buds (AB) on the medium MS5 (1,2); embryogenic callus (EC) (3); EC with embryos like structure (ES) (4); AB, EC, ES and trichomes (T) (5) on the medium MS 6; emblings of D. ciliatus ssp. dalmaticus with two cotyledons on the medium MS7 (6); early stages of adventitious bud formation with tracheides (Tr) (7); latter stages of adventitious buds (AB) (8); Proembryo like structure (PrS) (9)

Remarks: 7-9. Fixation: FAA; 7 and 8. Staining: hematoxyline; 9. Staining: toluidine blue; 7-9. Bar=50μm.

Chỉ mô sẹo hình thành AB (Đĩa II, Hình 1, 2 và 5) và/hay cấu trúc ES (Đĩa II, Hình 6) được chuyển sang môi trường MS7 cho sự phát triển và nhân nhanh xa hơn. Theo dữ liệu từ các tài liệu sẵn có, môi trường chứa TDZ có hiệu quả trong nhân phôi soma (Visser et al.1992; Mithila et al.2003; Panaia et al.2004).
Kiểm tra hình thái học của OC xác nhận trong suốt lần cấy chuyền đầu tiên trên MS5 và sau đó trên MS6 vùng mô phân sinh xuất hiện và nhanh chóng hình thành các nốt trồi lên đầu tiên nhu chồi. Trong sự phát triển xa hươn, yếu tố mạch được biệt hóa trong các cấu trúc khác (Đĩa II, Hình 7 và 8). Phần tiếp theo của cấu trúc tái sinh không tiết lộ lưỡng cực, vì vậy xác nhận rằng hình thái giải phẫu tiếp tục trong phát sinh cơ quan. Trong nghiên cứu này, nuôi cấy mẫu thân của cả hai loài Dianthus, sô sẹo phát sinh phôi phát triển trên cùng một môi trường chuyển (từ MS5 đến MS6). Giảm 2,4-D trong các môi trường bày dẫn đến sự biệt hóa cấu hình học mô sẹo khác nhau ở Oc, EC và sự hình thành cấu trúc giống tiền phôi (proembryo) ở mô sẹo EC (Đĩa II, Hình 6 và 9).

Vi nhân giống có thể tiến hành thông qua nuôi cấy chồi tách từ các mẫu khác nhau của cây gieo hạt. Cây con in vitro của D. giganteus ssp. croaticus có hoa trang trí lớn với thân dài trung bình 86.14 cm, trong khi hoa của D. ciliatus nhỏ hơn và thân cũng ngắn hơn (48.10 cm) vì đặc điểm trang trí và thời gian của giai đoạn ra hoa các loài này có thể ứng dụng trong ngành công nghiệp/canh tác hoa vd “hoa cắt cành”, trong khi cây in vitro có thể ứng dụng cho các thí nghiệm xa hơn trong lai tạo (Wen Guabao et al. 1995). Mặc khác, cây con vi nhân giống của D. ciliatus có thể sử dụng trong trang trí công viên như foral edges of seedbeds (vùng đất để trồng hoa làm viền trang trí ), hay bao gồm vùng trang trại khô cằn trong các khu định cư (Radojević 2007).
Các nghiên cứu giải phẫu quan tâm đến mô sẹo của D. ciliates biểu lộ đồng thời cảm ứng hình thành cơ quan và phôi soma là có thể xảy ra như trước đó đã báo cáo trong nuôi cấy phôi Iris pumila (Radojević et al. 1987) và Iris setosa (Radojević & Subotić 1992).
Quy trình tái sinh trình bày ở đây cho vi nhân giống bảo tồn (Radojević et al. 2010) và tái sinh cây của hai giống Dianthus đặc thù có thể sử dụng cho nhân nhanh quy mô lớn cây con in vitro. Các cây này được sử dụng để chuyển vào môi trường sống tự nhiên. Thêm nữa, cây con in vitro có thể phục vụ như nguồn bổ sung cho sản phẩm cây chuyển gen như một đối tượng cho các nghiên cứu tương lai.

Kết luận

Vi nhân giống của hai loài Dianthus đạt được kết quả từ nuôi cấy mẫu thân. Hình thành chồi bất định có thể thông qua phát sinh cơ quan cho các loài đặc hữu, D.
ciliatus ssp. croaticus và D. giganteus ssp. croaticus. Ở mô sẹo trắng của D.
ciliatus ssp. Croaticus, sự hình thành cấu trúc giống phôi có thể thông qua phát sinh phôi soma. Vì vậy, các nghiên cứu tế bào học sơ bộ trước đây cho thấy có hai quá trình (phát sinh cơ quan và phát sinh phôi soma) có thể xảy ra đồng thời ở mô sẹo của D. ciliates (Radojević et al. 2006, Radojević et al. 2010), nhưng phát sinh cơ quan không công bố nhiều như phát sinh phôi soma. Cây con in vitro của cả hai loài cẩm chướng đặc hữu được trồng trong vườn đá của Belgrade Botanical Garden ‘’Jevremovac’’ nơi mà chúng thậm chí đã nở hoa.
Lời cảm ơn – Nghiên cứu này được tài trợ tài chính bởi trợ cấp của Bộ trưởng Bộ Khoa học và Công nghệ Serbia (No. 1573 và 143015)

Tài liệu tham khảo

Ljiljana Radojević1, Dušica Ćalić-Dragosavac1, Jovanka Špirić1, Branka Stevanović2 and Vladimir Stevanović2
1Institute for Biological Research ‘’Siniša Stanković’’, Bulevar Despota Stefana 142, 11000 Belgrade, Serbia
2Institute of Botany and Botanical Garden, Faculty of Biology, University of Belgrade, Takovska 43, 11000 Belgrade, Serbia

Baktir I & Hazar D. 2004. In vitro propagation of Dianthus elegans. 5th Symposium ‘’In vitro Culture and Horticulture Breeding’’ (IVCHB), 12-14 September, 2004, Debrecen, Hungary, p. 162.
Berardi G, Roncasaglia R, Scaravelli D & Dradi G. 2004. In vitro propagation of Dianthus balbisii Ser. ssp. liburnicus (Bartl.) Pign. by shoot tip culture. 5th IVCHB Symposium I, 12-14 September, 2004, Debrecen, Hungary, p. 164.
Chouch NR & van Staden J. 1993. In vitro culture of Dianthus zeyheri subsp. natalensis, a South African carnation. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 35: 81-85.
Cristea V, Brummer AT, Jarda L & Miclăuş M. 2010. In vitro initiation and phytohormonal inf uence on Diathus henteri – Romanian endemic species. Romanian Biotechnological Letters 15(1): 25-33.
Cristea V, Miclãuş M, Puşcas M & Deliu C. 2004. Conservative micropropagation of some endemic or rare species from Dianthus Genus. 5th IVCHB Symposium I, 12-14 September, 2004, Hungary, p. 143.
Cristea V, Puscas M, Miclăuş M & Deliu C. 2006. Conservative micropropagation of some endemic or rare species from the Dianthus genus. Acta Horticulturae 725: 357-364.
Davis MJ, Baker R & Hanan JJ. 1977. Clonal multiplication of carnation by micropropagation. J. Am. Soc. Hort. Sci. 102: 48-53.
Gharbia HD, Atheel NY & Mobasher O. 2008. Clonal propagation of Dianthus caryophyllus L. through tissues culture. J. Duhok Univ. 12(1): 91-95.
Jain SM, Jenks MA, Rout GR & Radojević Lj. 2006. Micropropagation of ornamental potted plants.Propagation of Ornamental Plants 6(2): 67-82.
Jalas J., Suominen J. (eds.). 1986. Atlas Florae Europaeae 7, Caryophyllaceae (Silenoideae), T e Committee for Mapping the Flora of Europe and Societas Biologica Fennica Vanamo, Helsinki.
Leshem B. 1986. Carnation plantlets from vitrif ed plants as a source of somaclonal variation. Hort. Sci. 21: 320-321.
Martoja R & Martoja M. 1967. Initiation aux techniques de l’histologie animal. Masson et Çie, pp. 163-203.
Messeguer J, Arconada MC & Mele E. 1993. Adventitious shoot regeneration in carnation (Dyanthus caryophyllus). Ann. Bot. 68: 563-568
Mikulik J. 1999. Propagation of endangered plant species by tissue cultures. Acta Universitatis Palackianae Olmoucensis Facultas Rerum Naturalium, Biologica 37: 27-33.
Mithila J, Hall JC, Victor JM & Saxena PK. 2003. T idiazuron induces shoot organogenesis at low concentrations and somatic embryogenesis at high concentrations of leaf and petiole explants of African violet (Saintpaulia ionatha Wendl.). Plant Cell Report 21(5): 408-414.
Murashige T & Skoog F. 1962. A revised medim for rapid growth and bioassays with tabacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15:473-497.
Panaia M, Senaratna T, Dixon KW & Sivasithamparam A. 2004. T e role of cytokinins and thidiazuron in the stimulation of somatic embriogenesis in key memebers of the Restionaceae. Aus. J. Bot. 55: 257-265.
Petru E & Landa Z. 1974. Organogenesis in isolated caranation plant callus tissue cultivated in vitro. Biol. Plant. 16: 450-453.
Radojević Lj. 2007. Primena in vitro kulture u proizvodnji cveća: Stanje i mogućnosti razvoja cvećarstva u Srbiji. Seminar pejzažne hortikulture, 8-9 februar, 2007, Šumarski Fakultet, Beograd, Zbornik predavanja, pp. 46-48.
Radojević Lj & Subotić A. 1992. Plant regeneration of Iris setosa Pall. through somatic embryogenesis and organogensis. J. Plant. 139: 690-696.
Radojević Lj, Djorđević N & Petrović J. 1990. In vitro culture techniques for carnation breeding. Acta Horticulturae 180: 163-168.
Radojević Lj, Marinković N & Jevremović S. 1997. Vegetativno raznožavanje u kulturi meristema i segmenata stabla Dianthus petreus Waldst et Kit. subsp. noeanus. Glasnik Botaničke bašte Univerziteta u Beogradu 31: 1-7.
Radojević Lj, Sokić O, Tucić B. 1987. Somatic embryogenesis in tissue culture of Iris (Iris pumila L.). Acta Horticulturae 212: 719-723.
Radojević Lj., Marinković N, Zdravković-Korać S & Jevremović S. 1994. Primena različitih postupaka in vitro kulture u mikropropagaciji afričke ljubičice, hrizantema ikaranf la. Savremena poljoprivreda 42(6):117-128.
Radojević Lj., Špirić J, Stevanović B & Stevanović V. 2006. In vitro culture of several endemic species Dhianthus in Balkan Peninsula. XXII Inter. Sym. Section Ornamentals 11-15 Sep. Sanremo, Italy, p 61.
Radojević Lj., Ćalić-Dragosavac D, Stevanović B. & Stevanović V. 2010. In vitro culture of several endemic species of genus Dianthus from Serbia and neighboring regions. 10th Symposium on the Flora of Southeastern Serbia and Neighbouring regions, Vlasina, 17-20 June, 2010, pp. 75-76.
Roest S & Bokelmann 1981. Vegetative propagation of carnation in vitro through multiple shoot development. Sci. Hort. 14:357-366.
Sarasan VA, Crrips R, Ramsay R, Atherton MM, McMichen C, Prendergast M & Rowntree JK. 2006. Conservation in vitro of threatened plants-progress in the past decade. In vitro Cell Development Biol. Plant. 42:20-25.
Spinski P. Beck GE & Mc Grown BH. 1974. Callus cultures of Dianthus species. Hort Science 9:14.
Stone OM. 1963. Factors af ecting the growth of carnation plants from shoots apices. Ann. Appl. Biol. 52:199-209.
Tsay HS. 1998. Ef ecat of medium composition at dif erent recultures on vitrif cation of carnation (Dianthus caryophyllus ) in vitro shoot proliferation. Acta Hort. 461:243- 249.
Visser C, Qureshi JA, Ravinder G & Saxena PK. 1992. Morphology role of thidiazuron: substitution of auxin and cytokinin requirements for the induction of somatic embryogenesis in geranium hypocotyl cultures. Plant. Physiol. 99:1704-1707.
Wen G, Yu J, Zhao X, Fan G, Lin D & Yang Z. 1995. Studies on carnation (Dianthus caryophillus) species hybridization. Acta Hort. 404: 82-90.
Woo S. H. & Park J. M. 1993. Multiple shoot culture Dianthus caryophyllus using mist culture system. Bio. Tech. 7(10): 697-702.
Yadav M K, Gaur AK & Garag G K. 2003. Development of suitable protocol to overcome hyperhydricity in carnation during micropropagation. Plant Cell Tissue Organ Culture 72: 153-156.

Trâm Anh
SBC Scientific
Hotline: 0945677929
Email: info@sbc-vietnam.com

Facebook Comments

Leave a Reply

Your email address will not be published. Required fields are marked *